Scientific journal

International Journal of Applied and fundamental research

ISSN 1996-3955

ИФ РИНЦ = 0,593

Во время эмбриогенеза в развивающих­ся гонадах закладывается избыточное ко­личество половых клеток и в течение всего онтогенеза наблюдается гибель ооцитов, достигающая 99,9% популяции. Апоптоз является одним из естественных путей ре­дукции популяции клеток яичников. Совре­менные данные о роли апоптоза в функцио­нировании яичников не только в норме, но и при развитии опухолевого процесса играют огромную роль в достижении глобальной цели: предотвращение и возможности про­филактики целого ряда заболеваний репродуктивной системы [2, 12].

Начиная с 2000 г., апоптозу в яичниках по­священо огромное количество работ [1-30]. Было доказано на культуре клеток яичника, что апоптоз - основной механизм атрезии фолликулов [3, 6, 22], а также запрограм­мированная клеточная гибель происходит в эпителии органа в момент овуляции и в желтом теле [6, 11].

Клетками, более всего подверженными апоптозу, связанному с атрезией фоллику­лов, являются клетки гранулезы [3, 10, 11]. Позднее апоптоз обнаруживается в клетках теки (Tilly, 2004), хотя некоторые авторы считают, что апоптоз характерен, как прави­ло, для клеток гранулезы, но не для клеток теки [24]. Есть доказательства, что атрезии фолликулов на всех стадиях развития пред­шествует апоптоз ооцитов [24, 26].

Возможно, начальные проявления апоп-тоза и гибель ооцита, а также выживаемость клеток гранулезы зависит от образования межклеточных контактов и экспрессии коннексина-43, который обеспечивает обра­зование щелевых контактов и передачу сиг­налов, ведущих к апоптозу [18].

Японскими учеными изучались возмож­ности апоптоза в доминантных фолликулах перед овуляцией в период 2-й и 3-й фолли­кулярных волн в связи с возрастом фолли­кулов. Исследования показали, что клетки, подвергнутые апоптозу, встречаются на 18 день доминантных фолликулов перед ову­ляцией в период, как второй, так и третьей фолликулярных волн. На программирован­ную клеточную гибель в яичниках влияют не только гены регуляторы, но и различные цитокины и гормоны [30].

По данным английских исследователей апоптоз лютеинизированных клеток грану-лезы и клеток яйценосного бугорка зависит от возраста женщины. Доказано, что в воз­расте 31-35 лет частота апоптоза этих клеток значительно выше, чем до 31 года. Сделан вывод о присутствующем в фолликулярной жидкости прогестероне, играющим защит­ную роль и уменьшающим частоту апоптоза лютеинизированных клеток гранулезы [11].

По данным Сергеева (2008г.) гестагены косвенно или напрямую взаимодейству­ют с системами регуляции пролиферации на всех известных уровнях [26]. Одна­ко это действие в большой мере зависит от дозы, времени, кофакторов действия, а также фазы клеточного цикла и, возмож­но, от других, не определенных пока факто­ров. Показано, что гестагены могут влиять на уровень активности некоторых факторов апоптоза, запуская каскады реакций. Проге­стерон подавляет апоптоз гранулезных кле­ток в ранних фолликулах. Апоптоз грану­лезных клеток связан с дисбалансом между прогестероном и эстрадиолом в фоллику­лярной жидкости [1, 2, 3, 26]. Уровень про­гестерона и эстрадиола в фолликулярной жидкости меняется независимо от концен­трации в сыворотке в течение менструаль­ного цикла, но зависит от размера фолли­кула и степени атрезии [3]. Концентрация эстрадиола и прогестерона и уровень апоп-тоза в доминантных фолликулах меняют­ся прямо противоположно в сравнении со средними фолликулами, подтверждая мнение о том, что доминантные фолликулы подавляют рост субдоминантных [2, 3].

Прогестины также влияют на активность некоторых ферментов клеток-мишеней, за­действованных в процессах проведения сиг­нала гибели клеток, модулируя ответ клетки на апоптический сигнал. Каспаза-3 - фер­мент, индуцируемый прогестероном, яв­ляется компонентом проведения сигнала рецепторной системы Fas/FasL, которой от­водится роль в реализации апоптоза, в част­ности в клетках ткани яичника. Прогесте­рон ингибирует апоптоз в клетках желтого тела путем подавления Fas и активности каспазы-3. Значение этой системы показа­но в реализации гибели различных опухо­левых клеток, в том числе клеток опухолей репродуктивной системы, а также нормаль­ных клеток яичников [8, 27, 28, 29]. Рост и атрезия малых фолликулов у новорож­денных и половозрелых мышей, по данным некоторых авторов, не связана с активно­стью каспазы-3 [27, 29]. Согласно другому мнению в яичниках позвоночных апоптоз опосредуется именно каспазами, благода­ря чему обеспечивается удаление избыточ­ных или нежизнеспособных зародышевых и гранулезных клеток, при этом чрезмер­ность апоптоза и атрезия фолликулов могут отрицательно влиять на фертильность [16]. Нарушения апоптоза вовлечены также в па­тогенез хронической ановуляции и овари-альной дисфункции [3, 24]. Таким образом доказано, что половые стероиды, воздей­ствуя на экспрессию про- и антиапоптозных белков, могут контролировать процессы апоптоза в репродуктивной системе.

К. Kugu и ряд других авторов идентифи­цировали в яичниках белки bcl, bax и р53 [20, 21, 23, 27]. Семейству белков bcl-2 при­надлежит важная роль в регуляции апоп-тоза. Данные факторы принимают участие в формировании ионных каналов, а также проявляют специфическую ферментатив­ную активность или являются транскрипци­онными факторами [3, 14]. Среди них bcl-2 и bcl-xL предотвращают апоптоз, в то время как bax и bcl-xS индуцируют клеточную смерть. Иммуногистохимически доказано, что bcl-2 экспрессируется в середине люте-иновой фазы в лютеиновых клетках, но не в регрессирующем желтом теле. Наиболее высокие уровни bax, наоборот, определяют­ся в регрессирующем желтом теле [14]. Про­гестерон в концентрации 10-8 М повышает экспрессию фактора bcl-2, снижает экспрес­сию фактора bax и снижает активность уча­ствующих в реализации апоптозного сигна­ла протеаз, в частности, каспазы-3 [3].

Важным регулятором развития фоллику­ла и желтого тела является р53 [1]. Апоптоз клеток гранулезы связан с экспрессией р53, который запускает процесс апоптоза только в гранулезных клетках зрелого преовуля-торного фолликула [23]. Однако согласно другим исследованиям, экспрессия р53 уве­личивается одновременно с ростом коли­чества апоптотических клеток гранулезы и тека-клеток, а также изменяется при со­зревании фолликула и находится в обратной зависимости от уровня хорионического го-надотропина, так как ХГ блокирует апоптоз и подавляет индукцию р53 [1]. Сопутствую­щая аккумуляции органелл стероидогенеза в перинуклеарном пространстве, способ­ность протеосом к дегенерации совпадает с аккумуляцией р53 в ядре [3, 23].

Концентрация sFas в сыворотке крови значительно ниже в группе больных с СПКЯ по сравнению с этим показателем у жен­щин с мужским фактором бесплодия в бра­ке. Концентрация sFas в сыворотке крови у больных с доброкачественными кистами яичников и у здоровых женщин составляет соответственно в среднем 2,3 нг/ мл (в пре­делах 1,3-4,1) и 1,5 нг/мл (0,1-5,6), р<0,01 [13, 15]. В работах некоторых авторов про­демонстрировано, что продукция sFas у больных со злокачественными опухолями яичников не зависит от стадии заболевания и степени дифференцировки опухоли, на­личия асцита, но зависит от размеров пер­вичной опухоли [20, 25, 27, 28]. Отмечается повышенный уровень ФСГ, ЛГ в сыворот­ке крови и, особенно, в содержимом кист при неопластических процессах по сравне­нию с таковым в функциональных кистах. Кроме того, в аспирате содержимого функ­циональных кист, напротив, повышено со­держание эстрадиола. Таким образом, кон­центрации гонадотропинов и эстрадиола в содержимом неопластических и функцио­нальных кист прямо противоположны [13].

У самок млекопитающих число ооцитов в яичниках, как известно, уменьшается по­средством апоптоза на протяжении всей жизни. Авторы данной гипотезы, согласно которой запас питательных веществ у особи регулирует жизнеспособность ооцитов, по­казали, что пентозно-фосфатный путь гене­рации NADPH играет решающую роль в вы­живании генеративных клеток, а мишенью этой регуляции служит каспаза-2, которая вызывает гибель ооцитов. Опосредованное пентозо-фосфатным путем ингибирование гибели ооцитов обусловлено подавлением фосфорилирования каспазы-2 посредством Ca-кальмодулин-зависимой протеинкиназы II. Сделан вывод о том, что истощение питательных веществ для ооцита приводит к неспособности генерирования NADPH и апоптозу половых клеток. Следовательно, существует прямая связь между метаболиз­мом ооцита, Ca-кальмодулин-зависимой протеинкиназой II и каспазой-2 [16, 27, 29].

Опыты in vitro на яичниках крыс позволи­ли сделать вывод о том, что перекись водо­рода зависимо от концентрации и времени вызывала сморщивание незрелых и зрелых ооцитов крысы, образование пузырьков в плазматической мембране и дегенератив­ные изменения, характерные для апопто-за. Также, в 3 раза повышалась экспрессия белка Bax, в 2,5 раза увеличивалась актив­ность каспазы-3 и повышалась фрагмента­ция ДНК [16, 20]. Таким образом, перекись водорода стимулирует апоптоз в половых клетках.

Наиболее значимые паракринные регуля­торы пролиферативных процессов в клетках эпидермального происхождения представ­лены семействами инсулиноподобного фак­тора роста (IGF), эпидермального фактора роста (EGF) и трансформирующего фактора роста в (TGF-P) [15]. Семейство IGF стиму­лирует пролиферацию и дифференциров-ку, являясь антиапоптическими факторами [17]. Показано, что повышение экспрессии рецепторов группы EGF в клетках нормаль­ного эпителия яичников положительно кор­релирует с введением препаратов гестагенов [15, 24]. TGF-в рассматривается в качестве мультифункционального фактора роста, яв­ляется ингибитором роста для клеток раз­личных типов, в то время как TGF-a играет важную роль в качестве стимулирующего фактора роста [5].

По данным болгарских исследователей ингибин А снижает интенсивность апоп-тоза и стимулирует образование эстрадио-ла гранулезными клетками [10]. Аполи-попротеин Е является предположительно аутокринным регулятором компартмента текальных клеток яичников крыс, стимули­руя апоптоз текальных и интерстициальных клеток яичников крыс, подтверждаемый увеличением числа пикнотических клеток, TUNEL-положительных клеток и лест­ничный электорофореграммами ДНК [3]. Базовым моментом фрагментации ДНК в поверхностных эпителиальных клетках яичника в норме при овуляции является воз­действие прогестерона [28]. Фрагментация

ДНК, апоптоз происходят в эпителиальных клетках в месте овуляции. Клетки, содержа­щие фрагментированную ДНК, экспрессируют р53 [21, 23].

В условиях ex vivo с применением не­прямой иммунофлуоресценции изучалась экспрессия тканевого ингибитора - 4 ме-таллопротеиназ (ТИМП-4) в яичниках мы­шей. У интактных неполовозрелых мышей ТИМП-4 был локализован в теке, антраль-ных фолликулах, в предовуляторных фол­ликулах и в прилегающей строме яичников. При воздействии ХГЧ отмечалась локализа­ция ТИМП-4 в гранулезе при лютеинизации и дальнейшая устойчивая экспрессия в жел­том теле. У половозрелых мышей ТИМП-4 был локализован в желтых телах, сохранив­шихся с предшествующих циклов, в теке предовуляторных фолликулов и, в меньшей степени, во вновь образуемых желтых телах. Экспрессия ТИМП-4 повышалась при лю-теинизации гранулезы, но существенно не изменялась на стадиях эволюции желтых тел. На основании этих данных сделан вы­вод о ведущей роли ТИМП-4 в поддержа­нии функций желтого тела на всех этапах его эволюции [7].

Австралийскими морфологами впервые в 2005 году показано, что секретируемые ооцитом факторы, а также костные морфогенетические белки предотвращают апоптоз фолликулярных клеток в яичнике у млеко­питающих [15].

В последнее время появилось много ра­бот по изучению процесса апоптоза в опу­холях [4, 25]. Лю Б.Н. подтверждает пред­ставление о том, что «стартовым моментом» для индукции канцерогенеза и апоптоза является дисфункция клеточного дыхания, приводящая к окислительному стрессу сна­чала в митохондриях, затем в цитоплазме и клетке в целом. Избыточное образование активных форм кислорода, перекисей липи-дов и белков, рассматриваемые как сигналь­ные молекулы, создает дисбаланс, величина которого возрастает в стареющих клетках, но еще более - в опухолевых и апоптиче-ских. Далее эти сигнальные молекулы игра­ют ключевую роль на всех этапах работы исполнительных звеньев (теломераз, онко-белков, факторов транскрипции, протеин-киназ, эндонуклеаз, каспаз и др.). Сурвивин принадлежит к семейству белков - ингиби­торов апоптоза. Показана корреляция между экспрессией сурвивина и выраженностью апоптоза в клеточных линиях рака яичников у человека [25]. Другие работы посвящены роли противоопухолевых препаратов в ин­дукции апоптоза в яичниках [4]. Так ци-сплатин индуцирует апоптоз, предотвра­тить который возможно с помощью киназ ERK1/2. Ксанторризол оказывает антипролиферативное действие на клетки MCF-7 индуцируя апоптоз путем модуляции уров­ней белков bcl-2, p53 и PARP-1 [14, 20, 21, 23]. Альтерация регулирования этого про­цесса может привести к снижению клеточ­ной смерти и развитию неопроцесса. Со­держание bcl-2 выше в нормальных тканях, в то же время высокий уровень bax и bcl-xS отмечается в карциноме [9, 14, 25, 28]. До­казано, что в развитии рака яичника играет роль семейство генов-регуляторов апоптоза bcl-2, но не р53 [25]. Накопление же белка р53 в клетках приводит не к гибели раковых клеток, а к анти-р53-антителопродукции и к появлению соответствующих антител в сы­воротке крови [21].

Японские исследователи изучали влияние теплового шока на функции клеток грануле-зы крыс. Тепловой шок приводил к умень­шению количества рецепторов ФСГ и ЛГ клеток гранулезы антральных фоллику­лов и снижал эстрогенную активность со­зревающих фолликулов. Клетки гранулезы в условиях теплового шока проявляют по­вышенную чувствительность к апоптозу. Система генов bcl-2/bax не связана с апоп-тозом клеток гранулезы, стимулированным тепловым шоком [26]. Изучалось влияние иммобилизационного стресса, антиоксидантов, а также комплексного воздействия этих факторов на апоптоз [9]. Установлено влия­ние ключевых гормонов стресса - глюкокортикоидов на экспрессию генов апоптоза в неонатальном периоде. В процессе воз­растной инволюции усиливается перекисное окисление липидов, которое приводит к по­вышению уровня апоптоза. Этот процесс, вероятно, отличается от физиологического апоптоза по биохимическим характеристи­кам. С другой стороны, снижение уровня апоптоза может привести к канцерогенезу. Витамин Е, обладая выраженным антиоксидантным действием, принимает участие в регуляции апоптоза, в том числе в гонадах [14].

По данным отечественых ученых на кле­точную пролиферацию и апоптоз могут вли­ять и аминокислоты. Так, гистидин, аспарагиновая кислота, валин, треонин, пролин, метионин и др. эффективно снижают ча­стоту апоптоза в тканях различного генеза. Полученные данные указывают на необхо­димость использования пептидных биоре­гуляторов для коррекции возрастной пато­логии, связанной с дисбалансом обновления тканей [15, 24]. По данным Lea R.G. (2006) ограничение материнского питания во вре­мя раннего периода беременности влияет на регуляторы апоптоза в яичниках, повы­шая экспрессию некоторых факторов [19].

Таким образом, апоптоз представляет со­бой процесс, неотъемлемый от функциони­рования яичника. Он отвечает за развитие доминантного фолликула и желтого тела, фолликулярную атрезию и овуляцию. На­рушения в процессе апоптоза ведут к раз­витию многих патологических состояний, включающих ановуляцию, синдром поли-кистозных яичников, преждевременную недостаточность яичников, а также неопро­цессы в гонадах [1]. Задачей будущих ис­следований является изучение возможности медикаментозного влияния на апоптоз с це­лью коррекции патологических изменений в женской половой железе, а также возмож­ности повышения положительных исходов программ ЭКО.

Список литературы

1. Антонеева И.И., Петров С.Б. // Онкология. - 2008. - Т.10. №2. С. 234.

2.   Боярский К.Ю. // Пробл. репродукции. - 2006.- №4. С. 26.

3.   Дубровина С.О. // Рос. вестн. акушера-гинеколога.- 2006.- N 3. C. 33.

4.   Манухин И.Б., Высоцкий М.М., Го­рюн С.В. и др. // Пробл. репродукции.- 2006. С. 71.

5. Bauer Georg. // Int. J. Radiat. Biol.-2007.- N 11-12. P. 873.

6.      Brodowska A., Laszczynska M., Starczewski A. // Post. biol. komorki.- 2006. - N 1. P. 35.

7.   Bu S., Cao Chenfu, Yang Yongjun. //Reproduction.- 2006.- N 6. P. 1099.

8.   Campagnoli C., Abba С., Ambroggio S. et al. // J. Steroid Biochem. Mol. Biol. - 2007. - Vol.97. P. 441.

9.   Cheah Yew Hoong, Azimahtol Hawariah Lope Pihie, Abdullah Noor Rain. // Anticancer Res.- 2006.- N 6B. Р. 4527.

10. Denkova R., Bourneva V., Zvetkova E. et al. // Acta morphol. et anthropol.- 2005.-N 10. P. 95.

11. Dineva J., Nikolov G., Vangelov I. et al. // Докл. Бълг. АН.- 2004. - N 8. P. 113.

12. Fadeel B., Orrenius S. // J. Int. Med. - 2005.- Vol. 258, №6. - P. 479-517.

13. Gastal E.L., Gastal M.O., Ginther O.J. //Reproduction. - 2006. - №4. P. 699.

14. Havelka P., Oborna I., Brezinova J. etal. // Biomed. Pap. Med. Fac. Univ. Palacky. Olomouc. Czech. Repub. - 2005. - Vol. 149, №2. P. 303.

15. Hussein, Tamer G., Froiland David A., Amato Fred. et al. // J. Cell Sci. - 2005.- N 22. P. 5257.

16.   Johnson A., Bridgham Jamie T. //Reproduction. - 2002. - V. 124, N 1. P.19.

17. Kooijman R. // Cytokine Growth Factor Rev. - 2006. - Vol.17, №4. P. 305.

18.   Krysko Dmitri V., Mussche Sylvie, Leybaert Luc, D´Herde Katharina. // J. Histochem. and Cytochem. - 2004. - N 9. P. 1199.

19.  Lea R.G., Andrade L.P., Rae M.T. et al. // Reproduction.- 2006.- N 1. P. 113.

20.  Liszewska E., Rekawiecki R., Kotwica J. // Prostaglandins Other Lipid Mediat. - 2005. - Vol. 78, № 1. P.67.

21. Lumachi F. // Anticancer Res. - 2006. - Vol. 26, №2A. P. 1305.

22. Peter A.T., Dhanasekaran N. // Reprod.Domest. Anim.- 2003. - N 3 P. 209.

24.      Sato Eimei, Kimura Naoko, Yokoo Masaki et al. // Microsc. Res. and Techn. - 2006. - V.69, N 6. P. 427.

25.  Sato Takaji, Aoki Noriko, Komaki Rei et al. // Yakugaku zasshi.- 2005.- P. 100.

26.  Shimizu Takashi, Ohshima Izumi, Ozawa Manabu et al. // Reproduction.- 2005.- № 4. P. 463.

27. Slot K.A., Voorendt M., Boer-Brouwer M. et al. // J. Endocrinol. - 2006. - Vol. 188. №2. P. 179.

28. Terry K.L., De Vivo I., Titus-Ernstoff L. // Am. J. Epidemiol. - 2005. - Vol. 161. №5. P. 442.

29. Xu Q., Takekida S., Ohara N. et. а! // J. Clin. Endocrinol. Metab. - 2005. - Vol. 90. №2. P. 953.

30. Yasuda K., Hagiwara E., Takeuchi A. et al. // Zool. Sci. - 2005. - №2. P. 237.