Научный журнал
Международный журнал прикладных и фундаментальных исследований
ISSN 1996-3955
ИФ РИНЦ = 0,593

МОЛЕКУЛЯРНЫЕ МЕХАНИЗМЫ ТРАНСПОРТА ЛИПИДОВ ИЗ ЭНДОПЛАЗМАТИЧЕСКОГО РЕТИКУЛЮМА В КОМПЛЕКС ГОЛЬДЖИ В ЭНТЕРОЦИТЕ КИШЕЧНОЙ ВОРСИНКИ

Здорикова М.А. 1 Казакова Т.Е. 1 Димов И.Д. 2 Сесорова И.С. 1
1 ФГБОУ ВО «Ивановская государственная медицинская академия» Минздрава России
2 ФГБОУ ВО «Санкт-Петербургский государственный педиатрический медицинский университет» Минздрава России
В статье представлен обзор исследований, посвященных изучению молекулярных механизмов транспорта липидов в энтероците кишечной ворсинки на этапе эндоплазматический ретикулюм (ЭР) – комплекс Гольджи (КГ). Описаны основные белковые машины, обеспечивающие сборку прехиломикрона (ПреХМ) в ЭР и дальнейшее его перемещение в комплекс Гольджи. Показана роль фермента моноациоглицерол-ацилтрансферазы; протеина ароВ-48 и белка-шаперона микросомального белка-переносчика триглицеридов, блокада или недостаток синтеза которых прекращает или замедляет формирование частицы. Обсуждается роль COPII покрытия и его субъединиц в транспортировке ПРеХМ из ЭР в комплекс Гольджи. Доказано обязательное участие субъединиц COPII-покрытия и TANGO-белков в переносе ПреХМ, показана их совместная локализация. Однако нет морфологических доказательств образования COPII-покрытия, а также переноса ПреХМ особыми транспортными везикулами (PCTV) или так называемыми «мегавезикулами». Обсуждаются альтернативные механизмы транспорта ПреХМ в комплекс Гольджи. Приведены доказательства участия SNARE-белков: VAMP7, CD36, FABP белок печени в формировании транспортного переносчика. Высказано предположение, что субъединицы COPII-покрытия необходимы для слияния переносчика из ЕР с мембранами цис-полюса комплекса Гольджи. Необходимы морфологические доказательства обсуждаемых молекулярных механизмов.
энтероцит
эндоплазматический ретикулюм
транспорт липидов
1. Ralph A. Jersild Jr. A time sequence study of fat absorption in the rat jejunum. The American journal of anatomy. 1966. vol. 118. no. 1. P. 135–162.
2. Sabesin S.M., Frase S. Electron microscopic studies of the assembly, intracellular transport, and secretion of chylomicrons by rat intestine. J. Lipid Res. 1977. vol. 18. no. 4. P. 496–511.
3. Карелина Н.Р. Резорбция липидов в кишечной ворсинке у новорожденных крыс // Морфология. 1996. № 2. С. 57.
4. Mironov A.A., Beznoussenko G.V., Sesorova I.S. Golgi’s way: a long path toward the new paradigm of the intra-golgi transport. Histochemistry and Cell Biology. 2013. vol. 140. no. 4. P. 383–393.
5. Siddiqi S.A., Gorelick F.S., Mahan J.T., Mansbach C.M. II. COPII proteins are required for Golgi fusion but not for endoplasmic reticulum budding of the pre-chylomicron transport vesicle. J Cell Sci. 2003 vol. 116. Pt. 2. P. 415–427.
6. Santos A.J.M., Nogueira C., Ortega Bellido M., Malhotra V. TAN GO1 and Mia2/cTAGE5 (TALI) cooperate to export bulky pre-chylomicrons/VLDLs from the endoplasmic reticulum. J. Cell Biol. 2016. vol. 213 no. 3. P. 343–354.
7. Pan X., Hussain M. M. Gut triglyceride production. Biochim Biophys Acta. 2012. vol. 1821. no. 5. P. 727–735.
8. Giammanco A, Cefalù A.B., Noto D, Averna M.R. The pathophysiology of intestinal lipoprotein production. Front Physiol. 2015. vol. 6. P. 1№. 10.
9. Chougule P., Herlenius G., Hernandez N.M., Patil P.B., Xu B., Sumitran-Holgersson S. Isolation and characterization of human primary enterocytes from small intestine using a novel method. Scand J Gastroenterol. 2012. vol. 47. no. 11. P. 1334 № 1343.
10. Сесорова И.С., Казакова Т.Е., Димов И.Д., Миронов А.А. Транспорт липидов через комплекс Гольджи в энтероците кишечной ворсинки // Морфология. 2019. Т. 155. № 2. С. 257.
11. Jin Y., McFie P.J., Banman S.L., Brandt C.J., Stone S.J. Diacylglycerol acyltransferase-2 (DGAT2) and monoacylglycerol acyltransferase-2 (MGAT2) interact to promote triacylglycerol synthesis. J. Biol. Chem. 2014. vol. 289. P. 28237–28248.
12. Cao J., Hawkins E., Brozinick J., Liu X., Zhang H., Burn  P., Shi Y. A predominant role of acyl-CoA:monoacylglycerol acyltransferase-2 in dietary fat absorption implicated by tissue distribution, subcellular localization, and up-regulation by high fat diet. J. Biol. Chem. 2004. vol. 279. no. 18. P. 18878–18886.
13. Zhang J., Xu D., Nie J., Cao J., Zhai Y., Tong D., Shi Y. Monoacylglycerol acyltransferase-2 is a tetrameric enzyme that selectively heterodimerizes with diacylglycerol acyltransferase-1. J. Biol. Chem. 2014. Vol. 289. P.10909–10918.
14. Chon S.H., Zhou Y.X., Dixon J.L., Storch J. Intestinal monoacylglycerol metabolism: developmental and nutritional regulation of monoacylglycerol lipase and monoacylglycerol acyltransferase. J. Biol. Chem. 2007. vol. 282. no. 46. P. 33346–33357.
15. Mansbach C.M., Siddiqi S. Control of chylomicron export from the intestine. Am. J. Physiol. Gastrointest Liver Physiol. 2016. vol. 310. no. 9. P. 659–68.
16. Thiam A.R., Farese R.V. Jr., Walther T.C. The biophysics and cell biology of lipid droplets. Nat. Rev. Mol. Cell. Biol. 2013. vol. 14. no. 12. P. 775–786.
17. Hussain M.M. Intestinal lipid absorption and lipoprotein formation. Curr. Opin. Lipidol. 2014. vol. 25. no. 3. P. 200–206.
18. Siddiqi S.A., Mansbach C.M. PKC zeta-mediated phosphorylation controls budding of the pre-chylomicron transport vesicle. J. Cell. Sci. 2008. vol. 121. no. 14. P. 2327–2338.
19. Siddiqi S., Saleem U., Abumrad N.A., Davidson N.O., Storch J., Siddiqi S.A., Mansbach C.M. A novel multiprotein complex is required to generate the prechylomicron transport vesicle from intestinal ER. J. Lipid. Res. 2010. vol. 51. no. 7. P. 1918–1928.
20. Cutrona M.B., Beznoussenko G.V., Fusella A., Martella O., Moral P., Mironov A.A. Silencing of the mammalian Sar1 isoforms reveals COPII-independent protein sorting and transport. Traffic. 2013. vol. 14. no. 6. P. 691–708.
21. Saito K., Chen M., Bard F., Chen S., Zhou H., Woodley D., Polischuk R., Schekman R., Malhotra V. TANGO1 facilitates cargo loading at endoplasmic reticulum exit sites. Cell. 2009. vol. 136. no. 5. P. 891–902.
22. Antonny B., Gounon P., Schekman R., Orci L. (). Self-assembly of minimal COPII cages. EMBO Rep. 2003. vol. 4. no. 4. P. 419–424.
23. Bacia K., Futai E., Prinz S., Meister A., Daum S., Glatte D., Briggs J.A., Schekman R. Multibudded tubules formed by COPII on artificial liposomes. Sci Rep. 2011. vol. 1. no. 17. P. 1–15.
24. Black D.D. Development and physiological regulation of intestinal lipid absorption. I. Development of intestinal lipid absorption: cellular events in chylomicron assembly and secretion. Am. J. Physiol Gastrointest Liver Physiol. 2007. vol. 293. no. 3. P. 519–524.
25. Tiwari S., Siddiqi S.A. Intracellular trafficking and secretion of VLDL. Arterioscler. Thromb. Vasc. Biol. 2012. vol. 32. no. 5. P. 1079–1086.
26. Siddiqi S., Mansbach C.M. Phosphorylation of Sar1b protein releases liver fatty acid-binding protein from multiprotein complex in intestinal cytosol enabling it to bind to endoplasmic reticulum (ER) and bud the pre-chylomicron transport vesicle. J. Biol. Chem. 2012. vol. 287. no. 13. P. 10178–10188.
27. Levy E., Harmel E., Laville M., Sanchez R., Emonnot  L., Sinnett D., Ziv E., Delvin E., Couture P., Marcil V., Sane  A.T. Expression of sar1b enhances chylomicron assembly and key components of the coat protein complex II system driving vesicle budding. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 2011. vol.  31. no. 11. P. 2692–2699.
28. Xiao C., Stahel P., Lewis G.F. Regulation of Chylomicron Secretion: Focus on Post-Assembly Mechanisms. Cell Mol Gastroenterol Hepatol. 2019. vol. 7. no. 3. P. 487–501.
29. Malhotra V., Erlmann P., Nogueira C. Procollagen export from the endoplasmic reticulum. Biochem Soc Trans. 2015. vol. 40. 3 no. 1. P. 104–107.
30. Gorur A., Yuan L., Kenny S.J., Baba S., Xu K., Schekman R. COPII-coated membranes function as transport carriers of intracellular procollagen I. J. Cell. Biol. 2017. vol. 216. no. 6. P. 1745–1759.
31. Миронов А.А., Комиссарчик Я.Ю., Миронов В.А. Методы электронной микроскопии в биологии и медицине. Л.: Наука, 1994. 400 с.
32. Mironov A.A, Mironov A.A. Jr., Beznoussenko G.V., Trucco A., Lupetti P., Smith J.D., Geerts W.J., Koster A.J., Burger K.N., Martone M.E., Deerinck T.J., Ellisman M.H., Luini A. ER-to-Golgi carriers arise through direct en bloc protrusion and multistage maturation of specialized ER exit domains. Dev. Cell. 2003. vol. 5. no. 4. P. 583–594.
33. Jin L., Pahuja K.B., Wickliffe K.E., Gorur A., Baumgartel C., Schekman R., Rape M. Ubiquitin-dependent regulation of COPII coat size and function. Nature. 2012. vol. 482. no. 7386. P. 495–500.
34. Raote I., Ortega Bellido M., Pirozzi M., Zhang C., Melville D., Parashuraman S., Zimmermann T., Malhotra V. TANGO1 assembles into rings around COPII coats at ER exit sites. J Cell Biol. 2017. vol. 216. no. 4. P. 901–909.
35. Neeli I., Siddiqi S.A., Siddiqi S., Mahan J., Lagakos  W.S., Binas B., Gheyi T., Storch J., Mansbach C.M. Liver fatty acid-binding protein initiates budding of pre-chylomicron transport vesicles from intestinal endoplasmic reticulum. J. Biol. Chem. 2007. vol. 282. No. 25. P. 17974–17984.
36. Gillon A.D., Latham C.F., Miller E.A. Vesicle-mediated ER export of proteins and lipids. Biochim Biophys Acta. 2012. vol. 1821. no. 8. P. 1040–1049.
37. Al-Ghadban S., Kaissi S., Homaidan F.R., Naim H.Y., El-Sabban M.E. (2016) Cross-talk between intestinal epithelial cells and immune cells in inflammatory bowel disease. Sci Rep. 2016 vol. 6. P. 29789.

Общие механизмы транспорта в кишечной ворсинке были описаны во второй половине ХХ в. [1–3]. Поскольку образование дефектных хиломикронов (ХМ) является причиной целого ряда наследственных патологий, с развитием генетики и молекулярной биологии стала необходима детализация как молекулярных, так и клеточных механизмов, регулирующих динамику хиломикронов. Транспорт липидов лучше всего изучен на этапе биогенеза ХМ в эндоплазматическом ретикулюме (ЭР). Кроме того, разрабатываются модели транспорта ХМ из ЭР в комплекс Гольджи (КГ). Как правило, они предлагаются на основе данных, полученных при изучении транспорта белков in vitro [4], что часто приводит к спорным и противоречивым результатам.

Согласно общепринятому мнению, трансцитоз липидов через энтероциты происходит с помощью хиломикронов [2, 5, 6]. ХМ содержат нейтральный липид (триглицерид и сложный эфир холестерина) в ядре и полярные липиды (фосфолипид и свободный холестерин) вместе с аполипопротеинами (в основном ApoB) на их поверхности [6–8].

Целью настоящего обзора является анализ имеющихся в мировой литературе данных о молекулярных машинах, участвующих в транспорте ХМ из эндоплазматического ретикулюма в КГ и выявление наиболее спорных моментов, нуждающихся в дальнейшем детальном изучении.

Синтез прехиломикронов в эндоплазматическом ретикулюме

Сборка прехиломикронов (ПреХМ; негликозилированных ХМ) начинается в эндоплазматическом ретикулюме, где ресинтезируется триацилглицерин (TAГ). Установлено, что через 5 минут после введения жира в просвет кишки маркировка на ApoB в гранулярном эндоплазматическом ретикулюме (ШЭР) значительно снижена. При этом наблюдается интенсивное мечение в профилях гладкого ЭР (ГЭР) [1, 2, 9]. Наши исследования также выявили на данном сроке электронно-плотные липидные частицы в просвете ГЭР [10].

Синтез триацилглицерида, входящего в состав ХМ, осуществляется ферментом моноациоглицерол-ацилтрансферазой (MGAT), локализованным на мембране ЕР [11, 12]. Найдены и описаны три гомолога этого фермента (MGAT1, MGAT2, и MGAT3), тем не менее только MGAT2 имеет значение для синтеза ТАГ в энтероците кишечника [12, 13].

MGAT2 синтезирует диацилглицерид (ДАГ) из субстратов моноацилглицерида (MAГ) и кофермента ацетилирования – ацетил-КоА жирной кислоты [14, 15]. TAГ плохо растворим в мембранах (около 2 %) [15]. Поэтому ДАГ может или выйти в просвет ЭР как субстрат для образования ПреХМ, или в цитозоль как компонент липидных капель [16].

Необходимым компонентом в образовании ПреХМ является протеин ароВ-48, блокада или недостаток синтеза которого прекращает или замедляет формирование частицы [9]. Ключевую роль также играет белок-шаперон, называемый микросомальным белком-переносчиком триглицеридов (MTP). Он инициирует включение apoB в липид и затем его перенос с мембраны ЭР в ХМ [6, 17].

Кроме того, МТР опосредует дополнительное объемное липидирование первичной частицы за счет переноса и встраивания в нее люминальных липидных частиц, не содержащих ApoB. Во время этого процесса к поверхности частицы добавляется также apоА-IV, предположительно участвующая в процессе сборки. Превращение мелких частиц ПреХМ в более крупные иногда называют вторым этапом «расширения ядра», который требует значительного увеличения площади поверхности ПреХМ. Поскольку каждая частица липопротеина содержит одну молекулу apоВ, площадь поверхности более крупных липопротеинов, возможно, требует стабилизации другими белками, и это может быть достигнуто путем присоединения нескольких аполипопротеинов. Действительно, экспериментальные подходы, такие как «сверхэкспрессия» или «нокдаун», продемонстрировали, что обменные аполипопротеины, включая apoE, apoC-III и apoA-IV способствуют сборке липопротеинов [17].

Транспорт прехиломикронов из эндоплазматического ретикулюма к комплексу Гольджи

После образования в ЭР прехиломикроны должны переместиться в КГ [8]. Молекулярные механизмы данного этапа продолжают обсуждаться [5, 18]. Наиболее широкое распространение получила так называемая «везикулярная гипотеза», в которой авторы проводят аналогию между транспортом крупномолекулярных белковых агрегатов, например проколлагена, с ПреХМ.

Известно, что в клетке секреторные белки концентрируются на мембране ЕР с помощью белков покрытия COPII. Крупномолекулярные агрегаты белков, например проколлаген, встраиваются в цистерну КГ также с помощью COPII [19, 20], с участием белкового комплекса TANGO1 [21].

В большинстве гипотез о транспорте липидов через КГ принимается, что ПреХМ транспортируются COPII-производными везикулами [2]. Однако размеры COPII-везикул у млекопитающих составляют 65–80 нм [22, 23]. Недавние исследования с использованием криоэлектронной микроскопии выяснили архитектуру покрытия COPII. Эти исследования показали, что геометрия покрытия COPII достаточно гибкая, чтобы вместить грузы больших размеров, но не более 100 мкм. Следовательно, размер покрытия является серьезным контраргументом против переноса данными везикулами частиц диаметром более 90 нм [8, 24].

Напротив, есть исследования, показывающие, что in vitro образование ХМ не требует белков COPII и GTP, но при этом необходимы АТФ, а также SNARE-белки: VAMP7, синтаксин-5, Bet1 и vti1a [19]. SNARE представляют собой мембранные белки, которые имеют определенную локализацию: на донорской мембране – v-SNARE, на акцепторной – t-SNARE. За счет строгого взаимодействия определенной комбинации SNARE-белков осуществляется адресное слияние мембран. Интересно, что в ЭР энтероцитов в качестве v-SNARE присутствует VAMP7, который является преимущественно белком пост-Гольджи [19]. Он образует комплекс с синтаксином-5, rbet1 и vtia, в качестве t-SNARE, функциональность которого была продемонстрирована блокированием каждого из его компонентов. Ингибирование гена VAMP7, а также ApoB48 или CD36 также приводит к прекращению продукции ПреХМ in vitro [19].

Было высказано предположение, что перенос ПреХМ из ЭР к КГ осуществляется COPII-зависимыми мегавезикулами диаметром 250 нм [6, 24].

Коатомер 2 состоит из пяти белковых субъединиц: Sec23p, Sec24p, Sec13p, Sec31p, Sar1р, которые собираются в белковый комплекс на мембране ЭР, сворачивая ее в сферу. COPII не только концентрирует грузовые белки, рецепторы и другие элементы, но и способствует образованию транспортера, который в дальнейшем перенесет грузовые молекулы из цистерн ЭР к КГ [4,25]. Биогенез COPII-везикул высоко организован и формируется на определенных участках, сайтах выхода из ЕР (ERES, «ER exit» сайты). До сих пор никто не описывал места выхода ЭР в энтероцитах in situ. В наших исследованиях выходные сайты ни на мембранах ШЭР, ни на цистернах ГЭР, в том числе содержащих ПреХМ, также обнаружены не были [10].

Остается неясным, важно ли COPII-покрытие для транспортировки ХМ из ЭР к КГ. Процесс образования COPII-каймы на ЕР начинается с присоединения к мембране специального адапторного белка Sar1 в GDP-связанной форме с Sec12, интегрального белка ER-мембраны, который функционирует как фактор обмена гуаниновых нуклеотидов для Sar [20, 25]. Sec12 катализирует превращение Sar1-GDP в Sar1-GTP, что вызывает встраивание альфа-спирального компонента Sar1 в мембрану ER. Связанный с мембраной белок Sar1 привлекает комплекс белков Sec23-Sec24 в качестве гетеродимера, который образует внутренний слой покрытия COPII. Этот мембраносвязанный комплекс Sar1-Sec23-Sec24 часто называют комплексом предварительного выделения. Sec24 помогает отобрать белки, которые будут транспортироваться в пузырьке, взаимодействуя с цитозольными доменами специфических, потенциальных грузовых молекул.

Показано взаимодействие Sar1b, Sec23 и Sec24C с apoB48 [19, 26]. Ингибирующие антитела к Sar1 полностью подавляют выделение COPII-зависимых везикул, но увеличивают генерацию носителей, предположительно содержащих ХМ [5]. При этом фосфорилирование белка Sar1b важно для выхода ХМ из ЭР [27], а избыточная экспрессия Sar1b способствует кишечному транспорту липидов [28]. Транспортеры, образовавшиеся в отсутствие Sar1, не сливаются с мембранами КГ [5].

В энтероцитах человека выделены два паралогических белка, Sar1a и Sar1b, имеющих 91 % гомологии [29]. Неизвестно, какие существуют функциональные различия между этими белками, процесс образования COPII изучался без учета изоформ белка. Однако показано, что клетки Caco-2 и McArdleRH7777, экспрессирующие Sar1b, секретируют большее количество ApoB-48 и ApoB-100, а также хиломикроны больших размеров [29]. Мутация гена Sar1b приводит к болезням накопления липидов. Поэтому предполагается, что белок Sar1b позволит сформировать более крупные COPII-производные везикулы, чем Sar1a, в большей степени уменьшая жесткость мембраны.

Было высказано предположение о существовании в энтероците особых транспортных везикул (prechylomicron transport Vesicle, PCTV) [5, 17]. В условиях искусственной клеточной системы были проведены исследования, которые показали, что PCTV: во-первых, могут содержать прехиломикроны, на что указывают присутствие в их структуре apoB-48 и apoA-IV, а также наличие маркерных белков прехиломикронов; во-вторых, не несут ER-резидентные белки калнексин или калретикулин; в-третьих, не разрушают мембраны ER, поэтому apoB-48, имеющийся в прехиломикроне, защищен от протеолиза сильными протеазами, находясь внутри частицы; в-четвертых, могут сливаться с Гольджи и доставлять груз (прехиломикроны) в его просвет [6]. В их образовании, как считают авторы, необходим белок Sar1, а также присутствуют все пять компонентов оболочки COPII, которые, вероятно, нужны для слияния PCTV с КГ.

Было показано также участие в транспорте ПреХМ из ЕР в КГ белков TANGO1 и Mia2/cTAGE5 (TALI), которые поддерживают перемещение больших молекулярных агрегатов из ЭР в КГ в клетках млекопитающих [6].

Обсуждение возможной роли «мегавезикул» в транспорте ПреХМ от ЕР к КГ продолжается [30, 31]. Действительно, в фибробластах описаны агрегаты проколлагена-I, формирующие структуру до 300 нм длиной, которые образуются внутри просвета ЭР [32, 33]. Далее с помощью субъединицы COPII-покрытия Sec31 и с участием белков TANGO может быть увеличена протяженность COPII-слоя и сформирован транспортер, адаптированный к размерам грузовой молекулы [34]. Однако четкой совместной локализации между белком Sec13 и проколлагеном-I и III обнаружено не было. Локализация проколлагена-I в типичных местах выхода грузовых молекул ERES не найдена [30]. Cutrona et al. также не привели к четкой совместной локализации проколлагена и Sec23A и не показали наличие проколлагена в вытянутых почках на ЕР [30].

Тем не менее при отсутствии комплекса белков COPII [30] или TANGO1 [31], проколлаген-I и VII не может выйти из ER. Совместная локализация проколлагена-VII и TANGO1 наблюдается в условиях синхронизации выхода проколлагена-VII из ЭР и не выявляется в нормальных условиях.

В энтероците показана совместная локализация Sec31A и TANGO1 [35], а также взаимодействие TANGO1 с COPII и с apoB [6], и субъединиц COPII-покрытия (Sar1b, Sec23, и Sec24C) с apoB-48 [29]. Возможным объяснением полученных данных может быть предположение, что изначально белки COPII-покрытия полимеризуются на мембране ЕР, концентрируют TANGO1, а затем TANGO1 образует вытянутый транспортер, внутри которого концентрируется проколлаген.

В составе транспортера в энтероците были найдены белки apoB-48, SNARE-белки (VAMP7), CD36 и FABP печени (L-FABP) [29]. При этом белок L-FABP способен самостоятельно формировать транспортер (PCTV) без COPII-покрытия, однако такие «везикулы» не способны к слиянию с КГ [36, 37].

Мы не нашли морфологических подтверждений формирования «мегавезикул» для транспортировки ПреХМ ни на одном из срезов трансмиссионного электронного микроскопа, ни на срезах, полученных ЭМ-томографией, изолированных мегавезикул и почек, покрытых СОРII и содержащих осмиофильное вещество. Поэтому, вероятнее всего, транспорт ПреХМ не требует белков COPII, в то время как второй коатомер необходим для слияния переносчика из ЕР с мембранами цис-Гольджи (Sar1b и Sec23 / 24) вместе с SNARE-белками – VAMP7, синтаксина 5, Bet1 и vti1a [5, 24].

Заключение

Таким образом, ключевую роль в сборке ПреХМ в ЭР играют фермент моноациоглицерол-ацилтрансфераза, протеин ароВ-48 и белок-шаперон, микросомальный белок-переносчик триглицеридов. Многочисленные эксперименты доказывают обязательное участие в транспорте прехиломикрона из ЭР в КГ субъединиц COPII-покрытия, TANGO- и SNARE-белков. Нет экспериментальных доказательств образования COPII-покрытия, в том числе не найдены COPII-почки и мембранные переносчики, сформированные данным комплексом белков. Требуются морфологические доказательства переноса ПреХМ из ЭР в КГ особыми транспортными везикулами или «мега везикулами» с участием COPII-покрытия, как предполагает ряд авторов, или альтернативным механизмом транспорта.


Библиографическая ссылка

Здорикова М.А., Казакова Т.Е., Димов И.Д., Сесорова И.С. МОЛЕКУЛЯРНЫЕ МЕХАНИЗМЫ ТРАНСПОРТА ЛИПИДОВ ИЗ ЭНДОПЛАЗМАТИЧЕСКОГО РЕТИКУЛЮМА В КОМПЛЕКС ГОЛЬДЖИ В ЭНТЕРОЦИТЕ КИШЕЧНОЙ ВОРСИНКИ // Международный журнал прикладных и фундаментальных исследований. – 2019. – № 11. – С. 30-34;
URL: https://applied-research.ru/ru/article/view?id=12927 (дата обращения: 19.06.2024).

Предлагаем вашему вниманию журналы, издающиеся в издательстве «Академия Естествознания»
(Высокий импакт-фактор РИНЦ, тематика журналов охватывает все научные направления)

«Фундаментальные исследования» список ВАК ИФ РИНЦ = 1,674